Per citar aquest document: http://ddd.uab.cat/record/106894
Biophysical studies of the tachykinin peptides : structural characterization and membrane interactions / Arash Foroutan ; under the supervision of Esteve Padrós Morell and Tzvetana Lazarova
Foroutan, Arash
Padrós, Esteve, dir. (Universitat Autònoma de Barcelona. Departament de Bioquímica i de Biologia Molecular)
Lazarova, Tzvetana, dir. (Universitat Autònoma de Barcelona. Departament de Bioquímica i de Biologia Molecular)
Universitat Autònoma de Barcelona. Departament de Bioquímica i Biologia Molecular

Publicació: [Barcelona] : Universitat Autònoma de Barcelona, 2013
Descripció: 1 recurs electrònic (177 p.)
Resum: En aquesta tesi doctoral, s'han aplicat metodologies biofísiques per estudiar i caracteritzar l'estructura dels pèptids substància P (SP), neuroquinina A (NKA) i scyliorinina I (ScyI), que pertanyen a la família de les taquiquinines (TK), així com la seva manera d'interacció amb membranes model. Els pèptids TKS són agonistes dels receptors de neuroquinina acoblats a la proteïna G. Els TKS estan involucrats en diversos processos fisiològics i malalties com el càncer, malalties neurodegeneratives i respostes inflamatòries, i això els converteix en un objecte de gran interès per a l'estudi estructural en la recerca d'agents terapèuticament rellevants. Els tres pèptids SP, NKA i ScyI mostren una seqüència comuna en el domini C-terminal i es diferencien en el seu domini N-terminal. Per tant, sorgeixen preguntes: Què determina el seu diferent potencial d'activació? Quina és la conformació activa dels pèptids quan interactuen amb el receptor de NK per transferir la senyal? Quina és la seva manera d'interacció amb la superfície de la membrana? La superfície de la membrana, afecta la conformació del pèptid? Tenen els pèptids capacitat d'associar-se i si és així, quin tipus d'estructures formen i en quines condicions? A la primera part dels resultats i discussió, s'utilitzen diferents mètodes d'espectroscòpia de fluorescència, per estudiar les interaccions dels sistemes de membranes amb TKS mimètics (micel·les SDS i vesícules DMPG / DMPC). Les cadenes laterals Trp i Phe CN es van utilitzar com fluoròfors intrínsecs, mentre la fluoresceïna fosfatidiletanolamina (FPE) i els lípids bromats es van utilitzar com sondes externes. Ja que SP i NKA no posseeixen el residu Trp, es va substituir el residu Phe en la posició 6 i 8 amb Trp, respectivament per als pèptids SP i NKA. L'espectroscòpia CD va confirmar la similitud de l'estructura general de SP i NKA amb els seus anàlegs. A més, mitjançant l'ús d'espectroscòpia de fluorescència de Trp (principalment λmax), es demostra que, en solució i en estat sub-micel·lar de SDS, la cadena lateral de Trp en SPW i NKAW està en un entorn hidròfob, mentre que apareix desplaçat a ambient hidrofílic després de la formació de micel·les. D'altra banda, l'espectroscòpia de CD mostra la transició de l'estructura PPII dominant en solució, a estructura α helicoïdal (en cas de SP i ScyI) o a la barreja de conformació desordenada i d'hèlix α (en el cas de NKA) una vegada es formen micel · les. Aplicant una metodologia de fluorescència diferent, ha sigut possible separar el procés d'unió del pèptid a la superfície de la membrana, del procés d'inserció del pèptid / plegament al nucli hidrofòbic. SP, NKA i ScyI interaccionen amb DMPC i amb els liposomes amb càrrega negativa DMPG. No obstant això, les afinitats d'unió dels pèptids als liposomes de DMPC estan en el rang de 20-40 vegades menor, en comparació amb les afinitats a DMPG. A més, les afinitats d'unió de SP, NKA i ScyI correlacionen amb les seves càrregues netes, quan interactuen amb DMPG, però no amb DMPC. A la segona part dels resultats i discussions, els factors que regeixen les estructures secundàries de les taquiquinines en estat monomèric (com el medi, la càrrega neta del pèptid i la càrrega superficial de la membrana) s'estudien per espectroscòpia CD. A més, es va aplicar la dispersió de raigs X d'angle petit per determinar l'estructura secundària del NKA en solució. En solució aquosa, l'estructura dominant de totes les taquiquininas és PPII. Per espectroscòpia d'infraroig, l'estructura flexible desordenada es va detectar per les taquiquininas en una concentració de 1,5 mM en solució. A més, en aquestes condicions, les estructures girs β i estructures esteses de làmina β es van detectar, respectivament, per SP i ScyI. En TFE, l'estructura dominant de les taquiqinines és helicoïdal, indicant la propensió helicoïdal intrínsec dels pèptids. Igual que en solució, les taquiquinines mostren estructura PPII en presència de vesícules d'ions híbrids. En els liposomes carregats negativament, SP i ScyI posseeixen estructura α mentre NKA mostra una barreja d'estructura desordenada i conformacions en hèlix α. Els canvis conformacionals de les taquiquinines en augmentar la fracció de DMPG de la vesícula composta de DMPC / DMPG demostren clarament que l'estructura α dels pèptids depèn fortament de la quantitat relativa de DMPG aniònic en les vesícules. Això reflecteix la importància de les interaccions electrostàtiques dels pèptids amb els caps de la membrana. A la part III dels resultats i discussió, s'estudia l'estat d'agregació de les taquiquinines. Es mostra que les taquiquinines són capaces de formar estructures fibril·lars. En solució, les taquiquinines a una concentració de 3 mM formen fibril·les amb diferent morfologia. En SP, es veuen llargues fibril·les retorçades i filaments individuals rectes, mentre que en ScyI i NKA només s'observen fibril·les rectes. Les taquiquinines en una concentració per sobre de 1,5 mm formen fibril·les immediatament en presència de vesícules de càrrega negativa, mentre que no es van detectar en les fibril·les de DMPC. Aquest fet indica la importància de les càrregues negatives en el procés de fibril·lizació. L'espectroscòpia FTIR mostra un augment significatiu de l'estructura de làmina β per les taquiquinines a una concentració de 3 mM i en presència de les vesícules de DMPG, que s'atribueix a la formació de fibril·les. A més, en aquesta condició, FTIR mostra estructura helicoïdal en tots els TKS i algunes conformacions de gir β per SP i NKA. Sobre la base de TEM i espectroscòpia de CD, es mostra que la fibril·lizació de SP (100 mM) es produeix durant la transició d'estructura PPII a fulla β després de la incubació en concentracions de SDS prop de la CMC. En contrast, SPW no mostra fibril·lizació en les mateixes condicions. Sobre la base d'assaig THT, es van detectar fibril·les amiloides per NKA però de moment no tenim cap evidència sobre la formació amiloide en SP i ScyI. Els resultats indiquen que la formació d'amiloide en NKA disminueix a pH alcalí. En contrast, NKAW és capaç de formar fibril·les amiloides a pH àcid i alcalí però no a pH neutre. Analitzant l'activitat metabòlica de la línia cel·lular PC12 mitjançant la prova de T03, es demostra que NKA a una concentració de més de 25 µM pot induir toxicitat, mentre que no es va observar cap disminució significativa de l'activitat metabòlica en presència de fins a 250 µM de SP o de ScyI.
Resum: In this doctoral thesis, biophysical methodologies were applied to study and characterize the structures of substance P (SP), neurokinin A (NKA) and scyliorhinin I (ScyI) peptides, which belong to the tachykinin (TK) family, and their mode of interaction with model membranes. The TKs peptides are agonists of Neurokinin G-protein coupling receptors. TKs are involved in several physiological processes and diseases such as neurodegenerative disorders, cancer and inflammatory responses, what make them an object of high interest for structural study in search of relevant therapeutically agents. The three peptides SP, NKA and ScyI are homologous sharing common C domain –terminal and differ in their N terminal domain. Therefore, questions arise: What determine their different activity potential? What is the active conformation of the peptides when they interact with the NK receptor to transfer the signal? What is their mode of interaction with the membrane surface? Does the membrane surface affect the peptide conformation? Do the peptides self associate and if they have these ability, what kind of structure they form and at which conditions? In part I of the Results and Discussion, by using different fluorescence spectroscopy approaches, the mode of the interactions of TKs with membrane mimetic systems (SDS micelles and DMPG/DMPC vesicles) were studied. The Trp and Phe-CN amino acids were used as intrinsic fluorophores, while fluorescein phosphatidylethanolamine (FPE) and brominated lipids were used as external probes. Since SP and NKA lack the intrinsic Trp residue, we substituted Phe residue in position 6 and 8 with Trp, respectively for SP and NKA peptides. CD spectroscopy confirmed the similarity of the overall structure of SP and NKA with their analogues. Furthermore, by using Trp fluorescence spectroscopy (mainly λmax), we understood that in solution and in sub-micellar state of SDS, the Trp side chain of SPW and NKAW are in a hydrophobic environment, while they appear displaced to hydrophilic environment upon formation of micelles. On the other hand, CD spectroscopy show the transition of the dominant PPII helical structure in solution to α helical structure (in case of SP and ScyI) or to the mixture of unordered and α helical conformation (in the case of NKA) upon formation of micelles. Applying different fluorescence methodology it was possible to separate the process of peptide binding to a membrane surface from the process of peptide insertion/folding into the hydrophobic core. SP, NKA and ScyI bind to both zwitterionic DMPC and negatively charged DMPG liposomes. However, binding affinities of the peptides to DMPC liposomes are in the range 20-40 times lower, compared to the affinities to DMPG. Moreover the binding affinities of SP, NKA and ScyI correlate with their net charges, when they interact with DMPG, but not with DMPC. In part II of the Results and Discussions, the factors governing the secondary structures of the tachykinins in monomeric state (such as environment, peptide net charge and membrane surface charge) are studied by CD spectroscopy. Moreover, small angle X-ray scattering was applied to determine the NKA secondary structure in solution. In aqueous solution, the dominant structure of all tachykinins is PPII. By FTIR spectroscopy, flexible unordered structure was detected for tachykinins in a concentration of 1. 5 mM in solution. Moreover, in these condition, β turn and extended β sheet structures were detected, respectively for SP and ScyI. In the TFE the dominant structure of tachykinins is alpha helical which indicates the intrinsic helical propensity of peptides. Like in solution, tachykinins have PPII structure in the presence of the zwitterionic vesicles. In negatively charged liposomes, SP and ScyI are in α helical structure while NKA shows a mixture of the unordered and α helical conformations. Conformational changes of tachykinins upon increasing of the DMPG fraction of the vesicle composed of DMPC/DMPG demonstrate clearly that the α helical fold of peptides strongly depends on the relative amount of anionic DMPG in the vesicles and reflecting the importance of the electrostatic interactions of peptides with headgroup of the membrane. In part III of the Results and Discussion, the aggregation state of the tachykinins is studied. We understood that tachykinins are able to form fibrillar structures. In solution, 3 mM of tachykinins formed fibrils with different morphology. In SP long twisted fibrils and straight single filaments were seen while in ScyI and NKA fibrils are only single-straight. Tachykinins in a concentration of above 1. 5 mM formed fibrils immediately in the presence of negatively charge vesicles, while no fibrils were detected in DMPC for any tachykinins. This fact indicates the importance of the negatively surface charges on fibrillization. FTIR spectroscopy shows a significant increase of the β sheet structure for tachykinins in a concentration of 3 mM and in the presence of the DMPG vesicles which is attributed to the fibrils formation. Moreover, in this condition, FTIR shows helical structure in all TKs and some β turn conformations for SP and NKA. Based on TEM and CD spectroscopy, we understood that fibrillization of SP (100 µM) occurs upon transition of PPII structure of peptide to β sheet after incubation in SDS concentrations close to CMC. In contrast, SPW was not able to make fibrils in the same condition. Based on ThT assay, amiloid fibrils were detected for NKA but at the moment we do not have any evidence about the amiloid formation of SP and ScyI. Moreover we found that amyloid formation of NKA decreases at alkaline pH. In contrast, NKAW is able to form amyloid fibrils at acidic and alkaline pH but not at the neutral pH. Analyzing of the PC12 cell line metabolic activity by TMM test indicates that NKA in a concentration of more than 25 µM can induce toxicity, while no significant decrease of metabolic activity was seen in the presence of up to 250 µM SP or ScyI.
Nota: Tesi doctoral - Universitat Autònoma de Barcelona. Departament de Bioquímica i Biologia Molecular, 2012
Drets: ADVERTIMENT. L'accés als continguts d'aquesta tesi doctoral i la seva utilització ha de respectar els drets de la persona autora. Pot ser utilitzada per a consulta o estudi personal, així com en activitats o materials d'investigació i docència en els termes establerts a l'art. 32 del Text Refós de la Llei de Propietat Intel·lectual (RDL 1/1996). Per altres utilitzacions es requereix l'autorització prèvia i expressa de la persona autora. En qualsevol cas, en la utilització dels seus continguts caldrà indicar de forma clara el nom i cognoms de la persona autora i el títol de la tesi doctoral. No s'autoritza la seva reproducció o altres formes d'explotació efectuades amb finalitats de lucre ni la seva comunicació pública des d'un lloc aliè al servei TDX. Tampoc s'autoritza la presentació del seu contingut en una finestra o marc aliè a TDX (framing). Aquesta reserva de drets afecta tant als continguts de la tesi com als seus resums i índexs.
Llengua: Anglès.
Document: Tesis i dissertacions electròniques ; doctoralThesis
Matèria: Neuropèptids ; Biofísica ; Membranes (Tecnologia)
ISBN: 9788449034183

Adreça alternativa: http://hdl.handle.net/10803/107884


177 p, 3.8 MB

El registre apareix a les col·leccions:
Documents de recerca > Tesis doctorals

 Registre creat el 2013-06-04, darrera modificació el 2016-04-15



   Favorit i Compartir